Головна/Лікування хвороб/Опіки


Кількісний вихід клітин з шкірних клаптів і ефективність їх культивування залежать від:

тривалості зберігання клаптів шкіри від моменту зрізання до початку виділення клітин;

температури, при якій містяться шкірні біоптати в процесі транспортування з клініки в лабораторію, де здійснюється культивування клітин;

складу середовища, в якому знаходяться проби шкіри.

Температурний режим. У разі зберігання при кімнатній температурі шкірних клаптів, взятих від обпалених або донорів шкіри, виділити з них достатню кількість життєздатних клітин не вдається, проліферація кератиноцитів в культурі відбувається мляво. При зберіганні шматочків шкіри в охолодженому стані (при t = + 4 ° С) вітальні властивості клітин зберігаються протягом тривалого часу (протягом декількох діб). Було встановлено, що при виділенні клітин у строки в межах до 48 годин після зрізання шкіри життєздатність кератиноцитів знижується незначно і забезпечується достатній вихід життєздатних клітин.

Таким чином, клапті шкіри слід зберігати при зниженій температурі (0 ... + 4 ° С), слід прагнути до того, щоб проміжок часу між відбором проб до початку виділення клітин був більш коротким.

Вибір транспортного середовища. Крім температурного режиму на життєздатність клітин впливає і склад середовища, в якому транспортують зрізані шкірні клапті. У наших дослідженнях перед початком зберігання зразки шкіри ретельно промивали в розчині Хенкса з антибіотиками, а саме зберігання здійснювали при t = + 4 ° С в середовищі Ігла або середовищі 199 з додаванням 10% сироватки великої рогатої худоби. У Великобританії для цієї мети використовують середу DMEM з додаванням 5% фетальної бичачої сироватки та антибіотиків.

У значно меншій мірі для зберігання і транспортування клаптів шкіри підходять сольові розчини (зокрема, розчин Хенкса). Використання більш простих розчинів (глюкози, 0,9% NaCl та ін) не дозволяє здійснювати тривалу за часом транспортування.

Таким чином, в якості транспортного середовища слід використовувати склади, застосовувані для культивування клітин і мають повний набір необхідних поживних речовин.

Досить перспективною є нещодавно розроблена середу RM + (Ready Mix), в якій шкірні клапті можуть зберігатися протягом тривалого часу без втрати жінеспособності клітин. З даних F. Fahmy і співавт. (1994), отриманих при проведенні порівняльних досліджень, випливає, що в середовищі RM + (Ready Mix) на 10-у добу життєздатні клітини складали 85% від загального числа, а на 30-у добу - 60%. У шкірі, що зберігалася в середовищах Marshall, Hartmans або в сольових розчинах, життєздатних клітин було значно менше навіть при знаходженні шкірних клаптів в ростової середовищі при температурі + 4 ° С.

Таким чином, кількість виділених зі шкіри клітин та їх життєздатність багато в чому залежать від температурного режиму зберігання і від складу використовуваної транспортної середовища.

ВИДІЛЕННЯ І КУЛЬТИВУВАННЯ Кератиноцити ДЛЯ ПОДАЛЬШОЇ ТРАНСПЛАНТАЦІЇ

Виділення кератиноцитів. Відомо, що не всі клітини епідермісу мають здатність до проліферації. Для культивування має сенс виділяти насамперед клітини базального шару.

Виділення кератиноцитів з шкірних клаптів проводять за допомогою обробки ферментами: трипсином, термолізіном, колагену-зою, діспазой, а також різними поєднаннями ферментів. Використовуються також хелатирующие з'єднання, що зв'язують Са + + і Mg + + і розривають міжклітинні зв'язку (десмосоми). Методи виділення клітин з шкірних клаптів більш детально викладені у відповідних посібниках.

При дії ферментів відбувається руйнування міжклітинних зв'язків та кератиноцити вивільняються в середу у вигляді поодиноких клітин або агрегатів, що складаються з різної кількості (від 2-4 до 25-30) епідермоцітов. У наших дослідженнях було показано, що кератиноцити, що знаходяться в агрегатах (рис. 7.2), краще зберігають життєздатність, ніж поодинокі клітини. Тому немає необхідності домагатися отримання суспензії клітин, що складається виключно з одиничних клітин.

Надлишкова обробка трипсином призводить до різкого зниження життєздатності кератиноцитів, в результаті чого багатошаровий пласт може не сформуватися.

Виділення клітин є першим і дуже важливим етапом технології. Ефективність культивування кератиноцитів багато в чому залежить від того, як була виконана ця процедура.

Культивування кератиноцитів. Ефективність культивування кератиноцитів та формування МПК залежить від ряду факторів:

стану клітин (їх життєздатності та здатності до проліферації);

складу ростової середовища, використовуваних добавок і ростових факторів;

виду субстрату, на який висіваються клітини;

конкретного варіанту технології культивування (в присутності фідерного шару клітин або без; при низькому або високому рівні кальцію в середовищі та ін.)

Технологія культивування кератиноцитів надзвичайно складна і може бути реалізована тільки в спеціалізованих біотехнія-

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

логічних центрах. В даний час відомо досить багато варіантів цієї технології, що відрізняються один від одного складом середовища, наявністю тих чи інших добавок і ростових факторів. У цьому розділі дається тільки короткий найбільш загальний опис методів вирощування багатошарових пластів кератиноцитів.

Вирощування кератиноцитів здійснюють в ростової середовищі складного складу (найчастіше в суміші середовищ DMEM і F12 в співвідношенні 1:1 або 1:3) з додаванням 5-10% ембріональної телячої сироватки та антибіотиків (пеніциліну, гентаміцину, стрептоміцину, канаміцину мул і ін ). Для росту клітин в середу вносять добавки, необхідні для проліферації клітин у культурі (епідермальний фактор росту, гідрокортизон, інсулін, L-глютамін, аденін, селеніт на трия, ізопротеренол, холерний токсин, екстракт гіпофіза великої рогатої худоби та ін.) Культивування клітин проводять у присутності ствии фідерного шару трансформованих фібробластів лінії ЗТЗ, попередньо оброблених мітоміцином С або опромінених в сублетальних дозах для того, щоб зупинити їх проліферацію. У такому стані ці клітини кондиціонують ростові середу біологіческіактівнимі речовинами, стимулюючими зростання кератиноцитів.

Культивують кератиноцити в чашках Петрі або в спеціальних флаконах. Інкубацію клітин проводять у термостатах при температурі 37 ° С в атмосфері, що містить 5% С02. У разі правильного виділення клітин базального шару вже через 48 год спостерігається утворення колоній кератиноцитів. Ростові середу міняють кожні 3 - 4 дні. При необхідності здійснюють пересівши клітинної культури.

Формування багатошарових пластів кератиноцитів. Етапи росту клітинної культури відображені на рис. 7.3-7.6. Після посіву отриманої клітинної суспензії в культуральні флакони кератиноцити прикріплюються і розпластуються на поверхні підкладки, після чого починають активно ділитися і формують колонії. Останні поступово зливаються один з одним і формують суцільний пласт кератиноцитів (рис. 7.3). Швидкість формування пласта залежить від багатьох факторів:

від кількості інокуліруемих клітин і від їх функціонального стану;

від складу культурального середовища і використовуваних ростових добавок;

від способу підготовки підкладки, тобто від обробки дна куль-натуральній флакона.

Формування МПК при культивуванні за методом Гріна зазвичай займає 3-4 тижні. Освіта клітинного пласта відбувається в наступній послідовності: прикріплення і распластиванія клітин, посилене ділення, формування колоній і злиття колоній між собою на поверхні культурального флакона. Культури кератиноцитів на етапах росту показані на рис. 7.4.

Після прикріплення агрегату клітин досить швидко формується колонія. Поодинокі клітини також можуть прикріплятися до поверхні підкладки. У цьому випадку утворюється відносно рівний монослой клітин. Колонії за рахунок поділу клітин збільшуються в розмірах і поступово зливаються. Центральна частина колоній в результаті диференціювання стає багатошаровою, відбувається стратифікація колонії. Через певний час утворюється суцільний багатошаровий (стратифікований) пласт (рис. 7.5-7.9).

Формування міжклітинних зв'язків кератиноцитів залежить від вмісту в ростової середовищі іонів кальцію. Проліферація клітин в середовищі з низьким вмістом кальцію (0,05-0,1 мМ) відбувається добре, проте при цьому гальмуються процеси диференціювання клітин і багатошаровий пласт не формується. Зміна середовища на містить нормальні кількості (1,2-1,8 мМ) кальцію запускає диференціювання, сприяє формуванню десмосом.

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Визначення ступеня готовності багатошарового пласта кератиноцитів до трансплантації на рани. Однією з умов успішного приживлення МПК є їх своєчасна трансплантація на рани. Для цього необхідно визначити ступінь готовності багатошарового пласта кератиноцитів до пересадки.

Переріс пласт має нижчі вітальні властивості, живлення клітин базального шару в ньому порушено.

М о л о д о ї або недозрілий пласт більш тонкий, має більш слабкі міжклітинні зв'язку і в процесі ферментативної обробки діспазой може зруйнуватися. У міру стратифікації клітинного пласта погіршуються умови вбирання базального шару кератиноцитів. З цієї причини МПК можна перетримувати, необхідно своєчасно оцінити ступінь його зрілості і здійснити трансплантацію. Клітинний шар, готовий до трансплантації зображений на рис. 7.10.

Транспортування виросли пластів кератиноцитів в клініку. Вирощування клітин і лікування хворого (загальне та місцеве)

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

є ланками єдиної технологічного ланцюжка. Підготовка ран до пластики та вирощування клітин здійснюються паралельно. Біологам і хірургам необхідно підтримувати між собою постійний зв'язок і мати інформацію як про стан ран хворого, так і про ступінь готовності клітинної культури до трансплантації. Слід прагнути до того, щоб обидві події - готовність ран до пластики і клітинної культури до пересадки - збіглися в часі між собою. Рішення на проведення трансплантації кожному конкретному хворому хірург і біолог приймають спільно.

Про зрілість клітинної культури судять, головним чином, по картині, що спостерігається в інвертований мікроскоп (див. рис. 7.10. Критерії готовності ран до пластики викладені у відповідному розділі. Клітинні біологи повинні заздалегідь (за 1-2 дні до пересадки) бути сповіщені про те, що рани хворого придатні для пересадки клітинної культури та про дату планованої пересадки. Перев'язки роблять по можливості частіше (щоденно). У випадку, якщо стан ран у потерпілого погіршився, краще за все здійснити пересівши клітинної культури. Якщо зберігається надія на те, що протягом найближчих днів трансплантацію все-таки вдасться здійснити, допустимо короткочасне зберігання пластів.

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Для цього здійснюють зміну середовища і флакони з клітинами переносять у термостат, де встановлена ??знижена температура від + 24 до + 28 ° С. У цьому стані клітини можуть зберігати життєздатність протягом відносно тривалого часу (до 12-14 днів). При короткочасному зберіганні зміну середовища слід проводити не частіше одного разу на тиждень, необхідно строго дотримувати температурний режим. Підготовку вирощених епідермальних пластів починають за добу до моменту трансплантації. Для цього проводять зміну середовища в культуральних флаконах на середу DMEM: F12 (1:1) з підвищеним вмістом кальцію. Для здійснення транспортування епідермальних пластів з лабораторії в клініку, необхідно заповнити весь обсяг культурального судини (флакона) ростової середовищем

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

Зберігання та транспортування клаптів шкіри в біотехнологічний центр

мального фактору росту. Доцільно перевозити клітинну культуру в термоизолирующих контейнерах, де температура не повинна опускатися нижче + 15 ° С.

У процесі транспортування можна використовувати більш доступні середовища, зокрема, середовищі 199 або Ігла з додаванням необхідної кількості глутаміну, сироватки і епідерПОДГОТОВКА РАН До ТРАНСПЛАНТАЦІЇ Вирощені IN VITRO багатошарових ПЛАСТІВ Кератиноцити

Вирощені in vitro МПК можуть бути пересаджені на різні види ран. Приживлення клітин відбувається тільки при пересадці на добре васкуляризированной раневое ложе. Закономірності, характерні для пересадки шкірних трансплантатів, загалом повторюються при трансплантації клітинної культури.

Грануляційна тканина. Пласти кератиноцитів можна пересаджувати на грануляційної тканини. Разом з тим ефективність трансплантації (відсоток приживлення) в цьому випадку коливається в широких межах і в значній мірі залежить від способу підготовки ран до пластики. Зокрема, Donati і співавт. (1992) на початковому етапі своїх досліджень пересаджували МПК на гранулюючих рани, підготовлені до пластики за допомогою виконання перев'язок. Приживлення становило близько 25% від площі пересаджених пластів. Основною причиною невдач було розвиток запальних ускладнень, тому що в глибині грануляційної тканини часто знаходиться мікрофлора. Тому згодом ж дослідники стали повністю видаляти грануляції перед трансплантацією, в результаті чого ефективність пластики підвищилася. J. Thivolet (1987) і L. Donati (1992) видаляли грануляції лише частково для того, щоб мати добре васкуляризованной дно рани. Існує думка, що клітинні пласти слід пересаджувати на молоду (до 3-х днів) грануляційної тканини [De Luca M. et al., 1992].

Таким чином: існують три підходи до підготовки грануляційної тканини до пересадки пластів кератиноцитів:

ретельна підготовка ранового ложа за допомогою проведення частих перев'язок;

часткове (пошарове) видалення грануляційної тканини;

повне видалення грануляцій.

Сікти грануляції не потрібно в наступних випадках:

якщо на етапі підготовки ран до пластики не було різко виражено запалення;

якщо рани вдалося підготувати до пластики швидко (протягом 20-25 діб. після травми);

якщо дно ран представлено дрібнозернистими грануляціями червоного або рожевого кольору без ексудації, кровотечі і нальоту фібрину, і зрозуміло - без гною.

Іншими словами, стан рани у хірурга не повинно викликати сумнівів щодо можливості приживлення трансплантата (шкірного або клітинного).

У випадках ускладненого перебігу раневого процесу, при наявності виражених запальних явищ (навіть за умови їх усунення), при великих термінах існування ранових поверхонь доцільно здійснювати часткове або навіть повне висічення грануляційної тканини. При цьому усувається слабо крово-постачає рубцево-змінений шар грануляційної тканини і знаходяться в ній мікроорганізми.

Про готовність гранулюючих рани до пересадки МПК свідчать наступні ознаки:

раневое ложе виконано дрібнозернистими грануляціями червоного або рожевого кольору;

відсутність нальоту фібрину і гнійних виділень;

відсутність кровотечі і ексудації з дна рани;

наявність після видалення пов'язок відбитка сіточки марлі;

наявність по краях рани тонкої плівки епітелію;

висока адгезивність дна рани (при прикладанні до поверхні рани марлевого кульки останній повинен прилипати до неї).

Рани, що утворилися після видалення опікового струпа. Багатошарові пласти кератиноцитів можна також пересаджувати на добре постачається кров'ю фасцію і м'язову тканину. Разом з тим, ряд авторів [DeLuca M. et al. 1992] вважає, що при трансплантації на м'язову тканину пласти приживаються погано.

У ряді випадків приживлення клітинного пласта на рани при пересадці безпосередньо після видалення опікового струпа не відбувається.

Через що виникає капілярної кровотечі існує ризик відшаровування клітинного пласта. Ефективність приживлення МПК при пересадці на ранові поверхні після видалення струпа, представлені різними видами тканин, зменшується в такій послідовності: м'язова тканина, м'язова фасція, підшкірно-жирова клітковина. У зв'язку з поганим приживлення пересаджувати клітинну культуру на жирову тканину недоцільно. Найкращі результати досягаються, якщо в рані є залишки дерми.

У випадку, якщо запланована пересадка МПК на ранові поверхні відразу ж після видалення струпа, необхідно здійснювати ретельний гемостаз, т. к. приживлення кератиноцитів може відбутися тільки при повній відсутності кровотечі.

Варіантом вибору є пересадка клітин на наступний день або через 1-2 дні після виконання некректомія під час чергової перев'язки.

Аналіз власних результатів і даних літературних джерел свідчить про те, що результати пластики значною мірою залежали від способу підготовки до неї глибоких опіків. Зокрема, за даними L. Donati і співавт. (1992) при виконанні ранніх некректомія з подальшим веденням ран під алогенної шкірою (або ранового покриттями) приживлення пластів становило в середньому 37%. У разі ж спонтанного відторгнення струпа відсоток приживлення пересаджених пластів був істотно меншим і не перевищував 25%.

Іншим варіантом лікування є пересадка клітин на притиск алогенну дерму. W. Hickerson і співавт. (1994) на підставі аналізу результатів трансплантації 21446 пластів кератиноцитів зробили висновок, що найкраще приживлення відбувається саме в тих випадках, коли пласти переносять на прижилася алогенну дерму. У цьому випадку приживлення становить 87%. Якщо прижилася алогенну дерму перед трансплантацією пластів кератиноцитів видаляли, приживлення відбувалося гірше (76%). При перенесенні пластів на ранові ложе, підготовлене за допомогою інших видів покриттів, приживлення становило тільки 47%. У разі вирощування аутологічних кератиноцитів на поверхні алогенних дерми і перенесення такого роду комплексів на рани рівень приживлення склав 93,4%.

Ряд авторів [Frenk E., Benathan M., 1992; Coleman J., Siwy В., 1992; Krupp S "1994 и др.] на підставі досвіду лікування дермальних опіків і мозаїчних (Ша-ШБ ст.) Поразок зробив висновок, що клітинні пласти найкраще приживаються при трансплантації на рани, в яких є залишки дерми.

Особливості місцевого консервативного лікування при підготовці ран до пересадки кератиноцитів. При підготовці ран до пересадки вирощених in vitro пластів кератиноцитів необхідно враховувати наступні групи факторів:

Ранові ложе повинно бути добре васкуляризована, ексудація і кровотеча перешкоджають приживлення клітин.

Культивовані кератиноцити чутливіші (порівняно з клаптями розщепленої шкіри) до вегетуючій в ранах патогенної мікрофлори.

Кератиноцити чутливі до багатьох речовин, що використовуються в практиці лікування ран.

В цілому методи підготовки ран для пересадки клітин і шкірних трансплантатів в чому збігаються. Місцеве лікування ран переслідує такі цілі: швидке очищення ран від омертвілих тканин; запобігання розвитку інфекції в ранах; стимуляція зростання грануляцій. У зв'язку з цим, в ранні терміни після травми необхідно висушувати струп всіма доступними способами. Хороший ефект дає застосування мазі Мафенід ацетат. Хірургічне висічення опікового струпа більш переважно, ніж хімічна некректомія. Після видалення омертвілих тканин при відсутності ознак запалення в рані доцільно використовувати алогенну або ксеногенні шкіру або синтетичні ранові покриття. При наявності запалення в рані слід використовувати сучасні антисептичні речовини у вигляді розчинів або сучасні багатокомпонентні мазі (Левосин, Левомеколь, діоксідіновой та ін.) У ряді випадків доцільно перев'язки робити щодня.

Багатошарові клітинні пласти після пересадки на рани, де вегетують патогенні мікроорганізми, лізуються. Тому при підготовці потерпілого до пластики необхідно проводити загальну і місцеву антибактеріальну терапію. Протипоказанням до трансплантації культури клітин є наявність незначних ознак запалення в ранах, присутність патогенних штамів мікроорганізмів (в першу чергу стрептокока). Крім того, необхідною умовою приживлення клітинної культури є відсутність найменшої ексудації з дна рани. Критерії готовності ран до пластики викладені вище.

Іншою особливістю є висока чутливість кера-тіноцітов до вживаних в практиці місцевого лікування ран антисептиками. Дія багатьох антисептичних розчинів призводить до загибелі пересаджених клітин. Найбільш токсичними для культивованих клітинних пластів є галогенсодержащие антисептики і окислювачі. До першої групи відносяться йод-і хлорсо-тримають антисептики (йодопірон, Сульйодопирон, йодинол, йодінат, хлоргексидин і ін.) За даними О. Damour і співавт. (1992), сучасні антисептики, що містять галогени, за своєю цітоток-січності розподіляються наступним чином: бензалконіум хлорид> Betadine ScrubR (повідон йодид)> Green Betadine (повідон йодид)> Yellow Betadine (повідон йодид ноноксіол)> Hibitane (хлоргексидин діглюконат)> Biseptin (хлоргексидин глюконат + бензалконіум хлорид).

До другої групи належать окислювачі - розчини перекису водню, електрохімічно-активовані розчини, перманганат калію та інші. Відомо, що вплив перекису водню і ги-похлоріта натрію в значній мірі більш небезпечно для кератит-ноцітов і фібробластів, ніж хлоргексидину [Lineaveawer et al "1985]. Крім того, токсичними для клітин є рецептури, що містять етиловий алкоголь (наприклад, суміш розчинів етилового спирту і фурациліну), барвники (метиленовий синій, брильянтовий зелений, етакридину лактату). У меншій мірі для клітин шкіри токсичні антисептичні препарати на основі срібла (розчини нітрату срібла, коларголу, крему Сильваден, сульфадіазина срібла). Цитотоксичний ефект щодо трансплантіруемих епідер-мінімальних пластів можуть надавати також речовини, що використовуються для обробки хірургічного інструментарію і для обробки шкіри навколо ран при випадковому зіткненні з клітинної культурою. До них відносяться: детергенти (церігель, дегміцід, Роккана), первомур (суміш розчинів перекису водню і мурашиної кислоти), електрохімічно-активовані розчини (зокрема, гіпохлорит натрію), діетиловий ефір, етиловий спирт, медичний бензин та інші. Необхідно пам'ятати, що загибель клітин може відбутися також через осмотичного шоку (наприклад, при промиванні ран дистильованою водою) або при використанні гіпертонічних розчинів.

Деякі сучасні антибактеріальні препарати (мафенід ацетат, поліспорін, бацитрацин) мають здатність пригнічувати проліферацію кератиноцитів, і тому їх також не слід накладати на рани напередодні трансплантації.

Тому на останньому етапі підготовки ран до пересадки МПК слід уникати безпосереднього контакту антисептиків широкого спектру дії з пересадженими кератиноцитами. Для цього можливо два шляхи. Перший з них передбачає перехід на використання пов'язок з антибіотиками за 1-2 дні до пересадки. Інший підхід заснований на ретельному багаторазовому промиванні рани безпосередньо перед трансплантацією клітинної культури безпечними для клітин розчинами (наприклад, фізіологічним розчином NaCl).

Більшість дослідників не виявило яких-небудь негативних ефектів антибіотиків на клітини при місцевому застосуванні антибіотиків. Найбільш часто використовувані при культивуванні кератиноцитів пеніцилін і стрептоміцин безсилі перед обличчям патогенної мікрофлори, вегетуючій в ранах у обпалених. Тому в даний час за день до пересадки застосовують неоміцин сульфат, поліміксин і гентаміцин. Ряд дослідників [Воусе S., Holander I., 1995] рекомендували використовувати суміш нор-флоксаціна і ністатину, це поєднання добре пригнічує грамполо-лості і грамнегативну мікрофлору.

Як правило, при місцевомузастосуванні антибіотиків будь-яких виражених негативних ефектів не виникає. Більшість з них не робить вираженого токсичної дії на кератит-ноціти. При аплікації пов'язок з антибіотиками необхідно враховувати, що зазначені речовини можуть всмоктуватися через ранові поверхні. Розрахунок концентрації проводиться виходячи з площі ран і з середньотерапевтичних доз антибіотиків для людини. Не зайвим є також і питання про вплив загальної антибактеріальної терапії на життєздатність пересаджених клітин. О. Damour і співавт. (1992) показали, що ряд сучасних антибіотиків такі як: ванкоцін (ванкоміцин), коліміцина (колістин метан), Амікін (амікацин), Тиенам (іміпінем), Пефлацін (Пеф-локсацін месілат) і піперацілін при дії в мінімальних бактерицидних концентраціях, а також пікових концентраціях в плазмі крові (при їх парентеральному застосуванні) не має токсичної дії на кератиноцити і фібробласти. На цій підставі був зроблений висновок, що антибактеріальна терапія не має негативного впливу на приживлення клітин.

Припустимо безпосередньо перед перенесенням клітинної культури провести обробку ран 3% розчином перекису водню, після чого необхідно кілька разів промити стерильним фізіологічним розчином NaCl і ретельно висушити раневое ложе марлевою серветкою.